和mRNA和蛋白一样，细胞内不同miRNAs的表达水平区别很大。总体而言，成熟的miRNAs半衰期以星期计[10]，所以其表达量主要由miRNAs产生的速率，即图1的RNA转录和加工步骤来决定。许多miRNAs基因的转录因子已被报道[11,12]。另外，某些RNA结合蛋白，如Lin28，可与特定的pri-miRNAs或pre-miRNAs结合进而影响RNA的加工和miRNAs的成熟[12]。这些研究成果可以解释miRNAs表达的细胞、组织特异性，或同一miRNAs在细胞不同状况、不同处理条件下的表达差异。但是，它们不能解释为什么基因组所有miRNAs的表达量会千差万别。此类问题是功能基因组学和系统生物学最重要的问题之一。例如，研究最久、颇具争议的，mRNA水平与相应蛋白水平之间的关系，即蛋白质表达量到底由什么因素决定？一些研究发现酵母和哺乳动物细胞中全基因组范围内的mRNA丰度和蛋白丰度的相关性约为0.6[13,14]，说明蛋白表达量主要在翻译的层次上调控。而近来的研究则认为mRNA丰度和蛋白丰度的相关性可高达0.9[15-17]，表明转录对基因表达的贡献最大。
虽然转录活性通常被认为在决定miRNAs的整体表达模式中起到重要作用，但直接证据是缺乏的。鉴定个体miRNAs的特异性转录因子本质上并不能解决为什么特定的miRNAs比其他miRNAs的丰度更高或低的问题。
功能基因组学和系统生物学为生物学的研究开阔了新途径，在基因组的水平上解析miRNAs表达的调控。目前已有研究者进行了相关工作[8,18,19]，采取了不同以往的研究策略和思路，得到在以前无法获得或不可想象的结论。近年来，曾严等[8]分析了在基因组水平上转录活性和miRNAs表达量之间的关系，发现在人的K562细胞系中相关系数仅为0.3，而在另一细胞系，HeLa，没有显著的相关性。该研究结果始料未及，因为之前并没有这方面的报道，前人一直只是假设转录为miRNAs表达的决定性因素。
本试验极大地巩固和发展现有成果，利用人的细胞系为研究对象，进一步研究清楚基因组水平上转录活性和miRNAs表达量之间的关系，进一步探讨转录对miRNAs差异性表达的影响，以揭示调控机制的保守性及重要性，该成果可以应用到其它非编码RNA、生物系统和领域，为今后的工作指出新的方向，科学意义广泛。
 
图1 典型动物miRNAs的形成途径[8]
1  资料与方法
1．1  实验数据的下载、分析平台
1.1.1数据下载网页平台
e!ensembl网站下载“人类基因组信息数据集”,版本：GRCh38，下载网址为：http://asia.ensembl.org/biomart/martview/27191896953a3ac779448a3f113a5a8b）；
基因组miRNAs信息(“人类miRNAs基因组数据集”)参考miRBase[9]；
于ENCODE网站（网址为https://www.encodeproject.org/）以及NCBI的Gene Expression Omnibus网站（网址为https://www.ncbi.nlm.nih.gov/gds）下载人类细胞系各自对应的mRNA-seq和microRNA-seq数据文件、ChIP-seq和microRNA-seq数据文件,若无microRNA-seq，则用small RNA-seq代替。
1.1.2数据分析平台及软件
Excel数据分析软件
PAST数据分析工具
Galaxy网页数据分析平台（网址为https://usegalaxy.org/）
1．2  实验方法
1.2.1查找基因组数据集
e!ensembl网站下载所需的“人类基因组信息数据集”文件，所需的内容包含以下：基因所在染色体上的位置，即染色体数、基因起始与终止位点、基因ID、基因名。基因组miRNAs信息参考miRBase[9]，部分pri-miRNAs已有实验证据，则可用相应信息代替[20,21]。
1.2.2 查找人类各细胞系对应的miRNA-seq、mRNA-seq和ChIP-seq的数据集 以人的细胞系为模型分析miRNAs表达量与转录的相关性(2):http://www.youerw.com/shengwu/lunwen_21893.html