5、 可溶性糖含量测定:
水分胁迫下植物的渗透调节能力与抗旱性呈正相关[7],可溶性糖不仅是植物参与渗透调节文持细胞膨压的重要物质之一,也是有机物的主要储存形式。植物在逆境胁迫条件下,植物体内的可溶性糖会大量积累,它对细胞膜和原生质体有一定保护作用,还起到保护酶类的作用,它的积累量越大,植物的抗旱性越强。
 
第二章:实验方法
一、植物叶片失水率:
    实验材料:植物叶片,电子天平
    实验方法:采集一定数量的植物叶片,使用电子天平分别称量出叶片在采摘后、30分钟、1小时、2小时、4小时的重量,并记录作成曲线图,测出结论。
    实验条件:需在晴天确认叶片上无多余水分时进行,以防止露水,雨水等影响测量。其次采集的叶片需快速称量以防止原始数据的错误,从而导致实验结论的错误。
二、 植物叶面积测量:
    实验材料:植物叶片、
    实验方法:挑选构骨叶片进行拍照采样,运动ImageJ软件进行叶面积的测量
三、相对含水量测定:
    实验材料:植物叶片,电子天平,烘箱,烧杯。
    实验方法:采集不同植株上叶片,剪去叶脉后称重即样品鲜重(Wf)放入烧杯中吸水24h后称饱和重量(Wt),然后将叶片放入80℃烘箱中烘干48h后称烘干重(Wa),计算样品相对含水量如式(1)后,重复三次,取平均值。
                   RWC=[(Wf-Wa)/(Wt-Wa)]*100%                        (1)
四、质膜相对透性测定:
    实验材料:植物叶片,带玻璃塞的刻度试管,电子天平、电导仪、水浴装置滤纸
    实验方法:测定质膜相对透性一般有两种方法。本文选用浸泡法进行实验:取大小相当的植物叶片(尽量保证叶片的完整性,少含茎叶),用自来水洗净后再用蒸馏水冲洗3次,用滤纸吸干表面水分,将叶片剪成适宜长度的长条(避开主脉),快速称取鲜样3份,每份0.1g,分别置于10ml去离子水的刻度试管中,盖上玻璃塞置于室温下浸泡处理12h,用电导仪测定浸提液电导(R1),然后沸水浴加热30min,冷却至室温后摇匀,再次测定浸提液电导(R2),相对电导率=R1/R2*100%
五、可溶性糖含量的测定:(测定可溶性糖含量一般有苯酚法和蒽酮法两种测定方式。本文选用蒽酮法进行测定)
    实验材料:植物叶片
    实验试剂:(1)80%乙醇:
(2)葡萄糖标准溶液(100μg/mL)称取已在80℃烘箱中烘至恒重的葡萄糖5mg,用80%乙醇制成50ml溶液,即每毫升含糖为100μg的标准溶液。
(3)蒽酮试剂:称取0.276g蒽酮,溶于276ml浓硫酸(将228ml相对密度为1.84的浓硫酸用蒸馏水稀释300ml)溶液中,置于棕色瓶中,需当日配制使用。
    实验方法:
(1)标准曲线的绘制:
取20ml带塞试管,编号,按下表配置系列浓度的标准葡萄糖溶液,然后在每支试管中加入5ml蒽酮试剂,摇匀,塞上塞子,在沸水浴中煮沸30min(水浴重沸后开始计时),取出,立刻用水冷却至室温,在620nm波长下,分别测量各管的光密度,用0号试管调零,以光密度为纵坐标,葡萄糖含量作为横坐标,绘制标准曲线。
表1 标准葡萄糖溶液浓度
管号    0    1    2    3    4    5    6
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